31UM-Boden

1) Man füllt genau 100 ml einer frischen, möglichst gekörnten Bodenprobe in ein Plastikrohr von 4 cm Durchmesser, gibt so viel Wasser zu, dass das Rohr zu Zweidrittel gefüllt ist, verschließt mit dem 2ten Stopfen und schüttelt gut um.

2) Nach 20 min haben sich die Bodenteilchen nach Größe und Gewicht abgesetzt.

3) Ausmessen der eingenommenen Volumina und prozentuale Bestimmung der Anteile für jede Fraktion am Gesamtboden.

Hinweis: Oft finden sich in Bodenproben Anteile, die auf der Oberfläche des Wassers schwimmen.

Dies sind meist noch nicht verrottete Bestandteile, die man nicht zum "Boden" rechnet.

Boden Herkunft                                              Verteilung (in Worten)

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3 bis 4 cm Durchmesser, Stopfen, Gummischläuche,

Becherglas, Halterungen  

verschiedene Böden: z.B.

Waldboden, Acker, Wiese,

Straßenrand

1) Man bringt im Testrohr (1) auf einer dünnen Watteschicht 50 ml lufttrockenen Boden auf und festigt etwas durch einen Schlag auf die Unterseite.

2) Nun lässt man Hilfe eines Kolbenprobers langsam Wasser bis zur Watte aufsteigen und notiert das verbrauchte Volumen im Kolben.

3) Durch weiteres Eingeben von Wasser aus dem Kolbenprober erreicht man einen Zutritt von Wasser in den Boden, bis Wasser an der Oberfläche des Bodens erscheint.

4) Messung der Wasserabgabe aus dem Kolben. Die Differenz der Volumenangaben stellt das Porenvolumen dar, soweit es durch Wasser besetzt werden kann.

1) Trocknung der möglichst gut zerkrümelten Bodenprobe (ca. 100 g) für 24 Std. bei Zimmertemperatur.

2) Siebung der Probe durch ein Teesieb.

3) Einfüllen der Probe in das Testrohr.

4) Nun vorsichtig genau 100 ml Wasser aufgeben. Anfangszeit notieren.

5) Zeit notieren, bis der erste Tropfen ausläuft. (Wasserdurchlässigkeit)

6) Bestimmung des Volumens des ausgetretenen Wassers. (Wasserhaltekraft)

1)    Die Bodenproben werden mit Wasser gesättigt: in den Vorratsbehältern wird Wasser zugegeben und in einem Plastiksieb abtropfen gelassen.  

2)    Die Bodenproben werden auf gleiche Temperatur erwärmt (Zimmerwärme).

3)    Genau je 200g der Proben werden in die gewählten Behälter überführt.

4)    Man bestrahlt nun mit Rotlicht und misst die Temperatur in den Proben Abständen von 5 Minuten an der dem Lichteinfall gegenüberliegenden Seite.  

1) Man gibt genau 2g einen lufttrocknen Boden in das Reaktionsgefäß, gibt 20 ml Wasser zu und schlämmt gut auf.

2) Der Kolbenprober wird auf 0 eingestellt.

3) Dreiweghahn so stellen, dass Verbindung mit der Außenluft besteht.

4) Nun fügt man 20 ml Salzsäure in das Reaktionsgefäß und verschließt luftdicht.

5) Dreiweghahn so drehen, dass sich das bildende Gas im Kolben sammeln kann.

6) Man zieht nun den Kolben immer so weit auf, dass das Manometer innen einen Druckausgleich anzeigt, bis die Reaktion aufhört.

7) Das gebildete Gasvolumen im Kolben wird genau aufgeschrieben.

1.    Eine Pflanzschale erhält nun möglichst viele Kressesamen. Man klopft wieder fest und befeuchtet mit einer Sprühflasche.

2.    Nachdem die Kressesamen ausgekeimt und etwa 4 cm hoch gewachsen sind, stellt man beide Schalen leicht schräg auf eine wasserfeste, möglichst große Unterlage (schwarze Plastikfolie)

3.    Mit der Sprühflasche simuliert man Regen und lässt das Wasser über beide Schalen laufen. Das Wasser fängt man in der Plastikfolie auf.

1)    Man füllt das Testgefäß mit wenigstens 300g (genau abwiegen) frischem, feuchtem Boden.

2)    Einführen eines langen Plastikrohrs, das man mit wenig Watte versieht, so dass der Boden das Rohr nicht verstopft.

3)    Man lässt ca. 30min laufen, um schon gebildetes CO₂ auszusaugen.

4)    Etwa 50 ml einer 10 %igen NaOH Lösung füllt man in das Reaktionsgefäß A

5)    In das Reaktionsgefäß B gibt man genau 200 ml Wasser 2 Tropfen Phenolphtaleinlösung (es muss sich eine Rotfärbung einstellen),

      und dann 0,3 ml einer frisch angesetzten Lösung von 1 / 10 n NaOH.

6)    Nun saugt man mit der Wasserstrahlpumpe langsam Luft durch die ganze Apparatur - und durch den Boden -.

      Das gebildete Kohlendioxid wird mitgerissen und entfärbt die Lösung im Messgefäß B.

7)    Die Zeit vom Beginn des Versuchs bis zur Entfärbung genau notieren!

      Bei lebewesenreichen "guten" Böden sollte sich eine Entfärbung in 20 min einstellen!

Tipps: Böden, die durch Gifte, Öl oder Benzin „tot“ sind, lassen sich auf Grund der deutlich längeren Entfärbungszeiten erfassen.

Daher sollte man zuerst einen Test mit optimalem Gartenboden durchführen. Käufliche Gartenböden sind oft auch „tot“, da sie sterilisiert werden.

1) Man siebt den frischen, nicht getrockneten oder erwärmten Boden und entfernt die Wurzelreste.

2) 5 g des zu untersuchenden Bodens werden in das Messgefäß gegeben.

3) Zugabe von 20 ml eines 0,2 m Phosphatpuffers pH 6,8.

4) Mit Rührmotor ständig umrühren.

5) Zugabe von 2 ml einer 6.5%igen Natriumazid Lösung. (Natriumazid NaN₃ verhindert die enzymatische H₂O₂ Spaltung. Noch 15 bis 30 min rühren.  

6) Nach 30min werden genau 10ml einer 3%igen H₂O₂ Lösung zugegeben, Verschluss des Messgefäßes und sofortiges Auffangen des gebildeten Sauerstoffs.

8) Messung, in welcher Zeit 10, 20 und 40ml Sauerstoff freigesetzt werden.   

9) Zugabe von 10 ml einer Braunstein Lösung (ManganIV Oxid):  Das restliche H₂O₂ wird zerstört (Lösung: 5g Braunstein in 100ml 10%iger Natriumcarbonat-Lösung aufschlämmen.).

10) Blindproben: Dazu wird der Pufferlösung ohne Boden H₂O₂ angesetzt und 10 ml Braunsteinlösung zugegeben. Aller Sauerstoff wird freigesetzt. Das freiwerdende Volumen gleich = 100% setzen).

Man stellt sich einen besonderen Nähragar zum Nachweis der stärkespaltenden Bodenbakterien und Pilze her:

1) Nähragar: 100 Wasser werden mit 2 g Stärke und 2 g Agar versetzt, gut umgerührt und sterilisiert (vgl. Agarplatten).

2) Man bringt etwa 1 g Boden, aufgeschlämmt in 2 ml Wasser auf die Agarplatte auf und bebrütet bei etwa 15 Grad (nicht höher!).

3) Nach 48 Std. übergießt man die Platte mit verdünnter Jodlösung. Dort, wo Stärke abgebaut worden ist, stellt sich die blaue Färbung des Jod-Stärke-Komplexes nicht ein. Dort waren Pilze und oder Bakterien als Destruenten tätig.

1) Herstellung einiger Platten mit Bierwürzagar: 100 ml Wasser werden mit 2,4 g Agar und 20 ml Bierwürze versetzt, sterilisiert und mit der Lösung sterile Platten hergestellt.

2) Auslegen einiger Bodenkrümel auf die Agarplatte.

3) Nach 24 Std. kann man sehr gut die auswachsenden Mycelien im Mikroskop beobachten, nach 3 Tagen schon treten die ersten Sporenträger auf. Es handelt sich meist um Mucor-arten. Für die Beobachtung im Mikroskop reicht die Aufsicht auf die mit Hyphen versehene Agarplatte (Agarschale nicht öffnen!).

    

1)    Man bringt verschiedene Materialien nebeneinander auf die Oberfläche eines frischen Gartenbodens und feuchtet gut an.

2)    Die Schalen werden in eine größere Schale gestellt, die man abdeckten kann, damit alles gut feucht gehalten wird.

3)    Überprüfung nach einigen Tagen und nach 2 bis 3 Wochen.